herrera hernandez anakaren.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 9
“Prueba de aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en sangre fresca para poder llegar al análisis de tipos sanguíneos.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar la aglutinación en sangre practicando con cada integrante de la mesa.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
1. Técnica de veno punción.
2. Se extrae la sangre del pliegue del brazo en volumen de 2.5 ml para trasvasarla al tubo con tapón morado que contiene anticoagulante.
Una vez que se tiene la sangre fresca, se puntea en la placa escavada utilizando una pipeta pasteur con bulbo.
3. Ya estando la sangre en la placa escavada se le aplica una gota de reactivo tipificador (a color amarrillo, b color azul y d transparente), se toman pedacitos de madera se mezclan cada uno y se espera a observar la reacción de aglutinación, la cual se presenta como si estuviera cortada la sangre en cualquiera de los tres puntos.
4. Ya observada la aglutinación limpiamos equipo, entregamos para resguardarlo debidamente.
Nota: Para poder entregar la evidencia de este trabajo se requiere tener los tres conceptos de preanalitica, analítica y postanalitica.
Este trabajo de las 3 etapas debe ser con la primera practica secuenciada hasta la practica 7, y teniendo como practica 10 la entrega de las 3 etapas en la prueba de aglutinación en plasma y prueba de aglutinación en sangre, este trabajo se debe entregar ya elaborado con todos los gráficos realizados sin recortes pero si se pueden meter gráficos digitalizados con el pie de grafico, así mismo los trabajos de investigación de cada tema los cuales se deben renombrar y enumerar para ser entregados el día 10 de junio.
Nuestro desarrollo: Sacamos los dos tubos de la centrífuga y en otros dos tubos vaciamos el plasma y pipeteamos con la pipeta pasteur para depositar 6 gotas en la laminilla y les pusimos una gota de tifipicadores a cada una.
Revolvimos y después observamos en el microscopio.
Bitácora:
• Placa escavada de porcelana.
• Palillos de madera.
• Tubo de ensaye tapón morado con anticoagulante.
• Torniquete.
• Jeringa hipodérmica desechable 5ml.
• Torundas alcoholizadas.
• Torundas secas.
• Papel para cubrir mesa.
• Gradilla.
• Reactivos tipificadotes anti A, anti B, y anti D.
Conclusión: En esta practica teníamos que identificar microorganismos y aprender a separar el plasma de la sangre utilizando la centrifuga.
miércoles, 17 de junio de 2009
preactica 8
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera hernandez anakaren
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 8
“Aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en suero sanguíneo y sangre fresca, utilizando los instrumentos de laboratorio, equipo científico y reactivos para alcanzar su objetivo en la elaboración de un examen clínico denominado RF; dándonos la oportunidad de poder investigar microorganismos bacteriológicos pertenecientes al grupo de las enterobacterias donde encontraremos salmonella, proteus, brusella.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico aprenderá a realizar la aglutinación en suero sanguíneo para poder identificar el tipo de sangre de un paciente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Nota: Utilizar técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca donde se obtendrán por medio de centrifugación la separación de paquete sanguíneo (sangre y suero plasmático).
En esta prueba se debe de aplicar el tema de serologia ya que ocuparemos los tificos H y O paratíficos A y B, brusella abortus y proteus 0X19.
Esta prueba es exclusivamente de aglutinación por lo que se debe observar a tras luz de forma macroscópica y en el microscopio en objetivo 10x de forma microscópica.
1. Se utiliza la técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca en volumen de 2.5 ml.
2. Una vez obtenida la sangre se deposita en el tubo con tapón rojo, pero antes en el inicio de extracción y vaciamiento del tubo se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a 2 min. Hasta 5 y en algunas ocasiones hasta 8 min.
3. Ya coagulada la sangre se retira el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones por minuto, esto nos dará como resultado separación de paquetes.
4. Una vez que se tengan los paquetes de sangre y plasma se requiere un tubo de ensaye vació para trasvasar el plasma exclusivamente, con el que se trabajara el punteo en lamina de cristal utilizando la pipeta pasteur para puntear.
5. Ya obtenido el punteo de plasma en la lamina de cristal, se le agregara una gota de reactivo febriclin teniendo el cuidado necesario del orden de los “O, H, A, B, brusella y proteus”.
6. Ya obtenido este proceso y orden de los serotipos utilizamos pequeños pedazos del palillo de madera y mezclamos de forma individual cada uno de ellos, no se debe utilizar el mismo palillo.
7. Ya estando mezclada la solución plasmática y reactivo febriclin realizamos pequeños movimientos de rotación y traslación. Ya terminada la mezcla observamos de forma microscópica a tras luz y si obtenemos la sig. imagen punteada quiere decir que es una prueba positiva si no es así que este transparente se le de al termino de homogénea lo cual será negativa.
8. En la prueba que observamos de punteo una especie de arenilla tanto microscópicamente como microscópica nos esta indicando que tenemos una prueba de aglutinación en plasma y que debemos reportar de la sig. manera.
Con la palabra negativo o positivo.
Positivo para todas aquellas que lograremos observar la aglutinación y negativo para las que no tengan aglutinación.
9. En este examen de laboratorio se llevan acabo las tres etapas preanalitica, analítica y postanalitica.
Nuestro desarrollo: primero escogimos a dos personas para sacarles sangre y otras dos para que fueran los que sacaban sangre, se vaciaron en cuatro tubos de ensaye (2 de tapón rojo y 2 de tapón morado con anticoagulante). Esperamos a que se coagulara la sangre del tubo con tapón rojo duro 5 min. en la lamina pusimos tres gotas de sangre con la pipeta pasteur en la lamina y después pusimos los reactivos, mientras la centrifuga separaba el plasma de la sangre.
Después vimos los resultados y fueron ORH positivo de los dos pacientes.
Bitácora:
• Lamina de cristal para RF.
• Tubo con tapón rojo.
• Tubo con tapón morado anticoagulante.
• Palitos de madera.
• Torundas de algodón secas.
• Torundas de algodón alcoholizadas.
• Centrifuga.
• Microscopio.
• Reactivo Febriclin.
• Jeringa hipodérmica desechable.
• Torniquete.
• Masking tape.
• Pipeta pasteur con bulbo.
Conclusión: Gracias a este tema podremos determinar los tipos sanguíneos de cualquier paciente. Pero me hubiera gustado que el profe o Eduardo me sacaran sangre pero fue un alumno y no mas la regó ni supo pero bueno.
industrial y de servicios no.155”
herrera hernandez anakaren
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 8
“Aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en suero sanguíneo y sangre fresca, utilizando los instrumentos de laboratorio, equipo científico y reactivos para alcanzar su objetivo en la elaboración de un examen clínico denominado RF; dándonos la oportunidad de poder investigar microorganismos bacteriológicos pertenecientes al grupo de las enterobacterias donde encontraremos salmonella, proteus, brusella.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico aprenderá a realizar la aglutinación en suero sanguíneo para poder identificar el tipo de sangre de un paciente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Nota: Utilizar técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca donde se obtendrán por medio de centrifugación la separación de paquete sanguíneo (sangre y suero plasmático).
En esta prueba se debe de aplicar el tema de serologia ya que ocuparemos los tificos H y O paratíficos A y B, brusella abortus y proteus 0X19.
Esta prueba es exclusivamente de aglutinación por lo que se debe observar a tras luz de forma macroscópica y en el microscopio en objetivo 10x de forma microscópica.
1. Se utiliza la técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca en volumen de 2.5 ml.
2. Una vez obtenida la sangre se deposita en el tubo con tapón rojo, pero antes en el inicio de extracción y vaciamiento del tubo se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a 2 min. Hasta 5 y en algunas ocasiones hasta 8 min.
3. Ya coagulada la sangre se retira el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones por minuto, esto nos dará como resultado separación de paquetes.
4. Una vez que se tengan los paquetes de sangre y plasma se requiere un tubo de ensaye vació para trasvasar el plasma exclusivamente, con el que se trabajara el punteo en lamina de cristal utilizando la pipeta pasteur para puntear.
5. Ya obtenido el punteo de plasma en la lamina de cristal, se le agregara una gota de reactivo febriclin teniendo el cuidado necesario del orden de los “O, H, A, B, brusella y proteus”.
6. Ya obtenido este proceso y orden de los serotipos utilizamos pequeños pedazos del palillo de madera y mezclamos de forma individual cada uno de ellos, no se debe utilizar el mismo palillo.
7. Ya estando mezclada la solución plasmática y reactivo febriclin realizamos pequeños movimientos de rotación y traslación. Ya terminada la mezcla observamos de forma microscópica a tras luz y si obtenemos la sig. imagen punteada quiere decir que es una prueba positiva si no es así que este transparente se le de al termino de homogénea lo cual será negativa.
8. En la prueba que observamos de punteo una especie de arenilla tanto microscópicamente como microscópica nos esta indicando que tenemos una prueba de aglutinación en plasma y que debemos reportar de la sig. manera.
Con la palabra negativo o positivo.
Positivo para todas aquellas que lograremos observar la aglutinación y negativo para las que no tengan aglutinación.
9. En este examen de laboratorio se llevan acabo las tres etapas preanalitica, analítica y postanalitica.
Nuestro desarrollo: primero escogimos a dos personas para sacarles sangre y otras dos para que fueran los que sacaban sangre, se vaciaron en cuatro tubos de ensaye (2 de tapón rojo y 2 de tapón morado con anticoagulante). Esperamos a que se coagulara la sangre del tubo con tapón rojo duro 5 min. en la lamina pusimos tres gotas de sangre con la pipeta pasteur en la lamina y después pusimos los reactivos, mientras la centrifuga separaba el plasma de la sangre.
Después vimos los resultados y fueron ORH positivo de los dos pacientes.
Bitácora:
• Lamina de cristal para RF.
• Tubo con tapón rojo.
• Tubo con tapón morado anticoagulante.
• Palitos de madera.
• Torundas de algodón secas.
• Torundas de algodón alcoholizadas.
• Centrifuga.
• Microscopio.
• Reactivo Febriclin.
• Jeringa hipodérmica desechable.
• Torniquete.
• Masking tape.
• Pipeta pasteur con bulbo.
Conclusión: Gracias a este tema podremos determinar los tipos sanguíneos de cualquier paciente. Pero me hubiera gustado que el profe o Eduardo me sacaran sangre pero fue un alumno y no mas la regó ni supo pero bueno.
practica 7
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera Hernández ana Karen
2LM
MED. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 7
“Observación microscópica.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá observar microscópicamente su frotis ya elaborado con la tinción de Gram y describir y anotar los cambios y las observaciones en la bitácora y su desarrollo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaran la observación microscópica de su frotis con la tinción de Gram en el menor tiempo posible.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Una vez teñida la laminilla con el frotis se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observar el objetivo de 100x.
En este proceso de observación microscópica tenemos la facilidad de poder observar formas esféricas y bacilos (bastoncitos) lo que nos da como resultado observar las coloraciones que se presentan en la tinción de gram.
La presentación en estas nos indica que estamos observando bacterias denominadas cocos, donde debemos investigar sus características coloniales nombres de importancia medica.
Cuando observamos bastoncitos estamos tratando de identificar bacilos donde encontraremos una gran variedad de ellos de forma estructural.
Nuestro desarrollo: Después de tener el frotis ya elaborado y poner el aceite de inmersión nos dirigimos al microscopio para poder observar lo que contiene.
Yo observe unas pequeñas ramificaciones y unas pequeñas bolitas juntas de tres en tres, las ramificaciones eran color anaranjado y eran pequeñas, el fondo era blanco.
Bitácora:
• Microscopio.
• 2 mecheros.
• Aceite de inmersión.
• Papel secante.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Fue una buena experiencia observar todo nuestro trabajo la verdad me sentí muy bien al ver el resultado por que nos costo mucho trabajo. Pero valió la pena todo el esfuerzo.
practica 6
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera hernandez anakaren
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 6
“Tinción de Gram.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar la tinción de Gram en su frotis ya realizado.
Se debe realizar una tinción de gram en el frotis preparado anteriormente para poder llegar a la observación microscópica de los microorganismos denominados bacterias los que observamos en forma de estrías, bastones y espirales cabe mencionar en este elemento de observación no podríamos llegar a señalar microscópicamente las espirales.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tema de cocos y bacilos sus características formas etc. para poder identificar algunas formas de lo que se vara en el microscopio.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción de gram que anteriormente ya investigamos para aplicar la técnica correspondiente de la tinción la que se basa en tiempo.
Una vez la laminilla de cristal verificamos que no se queme con tintura por lo que no sirve, y como resultado debemos elaborar un nuevo frotis.
Si la laminilla en su termino esta bien teñida acudimos a aplicarle un gota de aceite de inmersión, la montamos en la platina del micro aseguramos con las pinzas de la platina, una vez estando asegurada realizaremos el enfoque en 100x para que nuestra observación microscópica de resultado de poder visualizar las bacterias de forma esférica y de forma en bastón, ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4 piezas tercer plano a estas esferas se les denomina cocos.
Nuestro desarrollo: Ya teniendo el frotis en nuestras manos pasamos al procedimiento de tinción hicimos todos los pasos anotados en el pizarrón.
1. colocar la separación fijada con la solución de cristal violeta durante 1 min.
2. lavar con solución rodada (lugol).
3. cubrir el frotis con lugol durante 1 min.
4. escurrir y descolorar por alcohol hasta que no arrastre más cristal violeta.
5. lavar con agua.
6. cubrir con la solución de fucsina por 1 min.
7. lavar con agua, secar al aire y examinar con objeto de inmersión.
Cada uno de los pasos era de un minuto terminado ya el proceso lavamos con agua y dejamos secar el porta objetos y le pusimos solo una gota de aceite de inmersión.
Bitácora:
• microscopio.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Caja de copli.
• 2 mecheros.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco desastrosa ya que no se pusieron en orden para realizar todo ese proceso anteriormente mencionado.
Y no se tomo el tiempo necesario y no les quedo como era a algunos se les quemo el frotis y otros no podían enfocar creo que ocupamos un poco mas de orden.
practica 5
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera Hernández ana Karen
2LM
MED. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 5
“Frotis.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar los frotis para poder observar con el microscopio los microorganismos desarrollados en las siembras elaboradas ya hace una semana.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deberán elaborar los frotis paso a paso teniendo cuidado de no romper el porta objetos teniendo como finalidad observar microscópicamente los microorganismos que se desarrollaron en las siembras.
Índice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se toma un porta objetos limpio para poder realizar en su superficie un frotis fresco con el material de la caja petri “bacteriológico”.
Con el asa bacteriológica se va a realizar un barrido en el porta objetos en su parte central, esterilizando primero el asa bacteriológica en la flama del mechero dejándola hasta el rojo vivo, se retira, se introduce al vaso de precipitado se toma un gota de agua con el asa se introduce a la caja petri sobre las colonias desarrolladas se toma una pequeña muestra del producto que se desarrollo en el interior y se deposita en el porta objetos dándole pequeños movimientos de izquierda a derecha para extender el producto obtenido.
Si el frotis se encuentra grueso se vuelve a esterilizar el asa bacteriológica se vuelve a tomar una gota de agua se deposita en el porta objetos sobre el producto anteriormente depositado y se realiza nuevamente la maniobra y así sucesivamente hasta que quede delgado.
Una vez terminado el proceso de barrido realizamos una maniobra sobre la flama del mechero con el mismo sin dejarlo fijamente en la flama esto se llama fijación de frotis por calor seco a fuego directo.
Nuestro desarrollo: Ya que entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad preparamos los materiales que ocuparíamos y vestimos la mesa.
Nos entregaron 9 asas bacteriológicas prendimos los dos mecheros, el profesor nos entrego un porta objetos a cada uno de los integrantes.
Esterilizamos al asa bacteriológica, tomamos otra gota de agua y tomamos un poco de la siembra frotamos en el porta objetos de izquierda a derecha hasta que quedara casi transparente.
Posteriormente pasamos el porta objetos en el mechero hasta que quedara fijado; envolvimos los porta objetos ya enumerados en papel secante, después juntamos las cajas petri y entregamos.
Bitácora:
• 9 asas bacteriológicas.
• 9 cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• Papel secante.
• 9 porta objetos.
• Papel para vestir mesa.
• Vaso de precipitado.
• 2 mecheros.
Conclusión: A pesar de que esta práctica la realizamos en menos de un hora creo que nos fue bien ya que no ocurrió ningún accidente y habíamos estudiado todos.
practica 3
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera Hernández ana Karen
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 3
“Siembra en caja petri en forma de estrías.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá hacer barias prácticas para poder realizar siembras en caja petri en forma de estrías, para poder hacer los medios de cultivo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tipo de estrías para poder identificar el tipo de medio de cultivo al que pertenecen.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se realiza la toma de muestra de desecho para sembrarla en forma de estría en caja petri de la sig. manera.
1. Con el asa bacteriológica tomamos una pequeña muestra de desechos y sembramos en forma estriada en la caja petri.
2. El asa bacteriológica se pasa por la flama del mechero para esterilizarla y volver a realizar el mismo proceso con otra muestra de desecho.
3. Una vez sembradas las cajas petri se cierran o se tapan, se etiquetan aplicando los datos de la muestra y el tipo de estría (el nombre de la estría sembrada).
4. Es importante realizar la siembra en caja petri con varilla de cristal a la cual le damos el nombre de siembra por dispersión.
5. Una vez etiquetadas las cajas se entregan al encargado (a) del laboratorio para que les de entrada al proceso de incubación. En la estufa para incubación a 37c durante 24, 48,72 hrs.
Nuestro desarrollo: Primero preparamos los materiales que ocupamos y después nos entregaron las cajas petri con el medio de cultivo ya elaborado, después tomamos las muestras de desecho: raspado interdental, orina, agua de fríjol, sangre, raspado de pies, agua contaminada, agua de sabor.
Después pusimos las cajas petri en medio de los dos mecheros y sembramos según la siembra que se deseaba, tomamos las muestras y raspamos después tapamos la caja y etiquetamos con los datos: nombre del paciente, (muestra), tipo de siembra, persona que lo realizo y mesa, cada uno realizo diferente tipo de muestra y después los juntamos, sellamos y llevamos a la incubación.
Bitácora:
• 7 Cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• 6 asas bacteriológicas.
• 2 mecheros.
• Tubo de ensaye vació.
• Tubo de ensaye vació con tapón rojo.
• Gradilla.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco más fácil ya que todos estudiamos y nos ayudamos unos a otros, podría decirse que trabajamos en equipo y llevamos acabo la nom-087 al deshacernos de los RPBI y llevamos a la estufa para el proceso de incubación.
practica 2
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
herrera Hernández ana Karen
2LM
MED. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 2
“Técnica de esterilización.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar perfectamente y sin errores la técnica de esterilización para esterilizar algunas sustancias y los materiales que se usaran para las siguientes practicas. Teniendo como finalidad evitar que se infecten las cosas que maneja.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben saber la técnica de esterilización para utilizarla en cada práctica utilizando los conocimientos anteriormente conocidos para que no ocurra ningún accidente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Técnica de esterilización
“Auto clave sistema de esterilización”
El auto clave es un herramienta que se ocupa para esterilizar materiales de laboratorio reactivos como medio de cultivo y algunos otros elementos que requiera esterilización.
La estructura de la auto clave es a base de material acerado e inoxidable y consta de los sig. elementos.
Tapa de acero inoxidable con válvula de escape, un manómetro con forma de reloj, de un registro de libras y grados centígrados.
Interna y externamente prende una manguera corrugada que nos de la facilidad de poder dejar salir el vapor.
En su interior contiene un contenedor de aluminio con dos asas; una pequeña parrilla donde se depositan los productos que se van a esterilizar, tiene como sostén una parrilla de alambre en el fondo se encuentra una resistencia que opera por medio de corriente alterna por amperes en la parte exterior se encuentra un dispositivo de encendido una parrilla de baja y alta temperatura y un foco luminoso color rojo.
En la parte superior se encuentran unos grilletes a base de rosca y que son medida de seguridad al cerrar se deben de manejar en forma de cruz.
Se debe manejar en su interior con agua destilada.
Nuestro desarrollo: Después de mezclar el medio de cultivo depositado en el matraz con agua destilada dejamos reposar un rato mientras la auto clave era encendida y se esperaba para que tuviera el calor suficiente.
Luego depositamos los medios de cultivo en la auto clave con el nombre del medio de cultivo, fecha, hora y numero de la mesa.
Después de sacar los medios de cultivo fueron vaciados en las cajas petri y se etiquetaron para después ponerlas en refrigeración.
Bitácora:
• Auto clave.
• Medios de cultivo.
• Matraz elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Masking tape.
• Agua destilada.
• Vaso de precipitado.
• Cajas petri 7.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica no la pudo realizar el equipo completo debido al problema de tiempo que tuvimos en la práctica y solo se pudieron quedar dos de los integrantes de cada mesa.
Ellos realizaron los pasos de vaciado en las cajas petri
practica 1
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Herrera Hernández ana Karen
2LM
profesor..Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 1
“Medios de Cultivo”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá realizar los medios de cultivo para poder hacer siembras. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico ya que esto es esencial para las muestras que utilizaremos.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deben utilizar los medios de cultivo de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente captados para poder analizarlos mejor y tener resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: En esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a: preanalitica, analítica y postanalitica las cuales se deben de compaginar con la práctica secuencial.
Instrucciones:
1. El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio.
2. Solicitar vele de material para que se habiliten todos los materiales a utilizar en su práctica de medios de cultivo.
3. Una vez estando dentro del laboratorio de forma muy primordial los integrantes deberán habilitar el equipo de esterilización (auto clave con agua destilada), estudiar técnicas de esterilización.
4. Vestido de la mesa de laboratorio con papel blanco.
5. Habilitar línea de gas LP cualquiera de los integrantes debe abrir la llave de gas, verificando que las válvulas principales de la mesa estén abiertas las cuales se encuentran debajo de la misma.
Desarrollo de la práctica: Para organizar un medio de cultivo requerimos de los siguientes materiales de cristalería científico de apoyo autoclave.
Cristalería:
• Matraz elen meyer 250ml.
• Vaso de precipitado 50ml.
• Varilla de cristal como agitador.
• Vidrio de reloj.
• Cajas petri 5-7.
• Espátula.
• Balanza granataria.
• Cinta masking tape.
• Cono (embudo de cristal) elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Papel secante.
“Medio de cultivo en polvo 450gr.”
• Operaciones.
• Regla de tres. Agua destilada?
• Lápiz.
• Mente.
Rehidratamos deacuerdo a las indicaciones que están presentes en la etiqueta de medios de cultivo la cantidad necesaria de polvo reactivo para la elaboración de 5-7 cajas petri, en la que debe de utilizar también agua destilada en volumen.
Para poder rehidratar el polvo de medio de cultivo necesitamos manejar una regla de tres lo cual nos dará un porcentaje.
Pasamos el medio de cultivo que en polvo ocuparemos utilizando el vidrio de reloj.
Una vez pesado el polvo se mezclara con el agua solicitada para 5-7 cajas petri.
Para poder mezclar adecuadamente utilizaremos el matraz elen meyer para la mezcla en su caso dado el vaso de precipitado, agitando con la varilla de cristal para que no queden grumos. Una vez terminado este proceso de agitación y mezcla dejamos reposar el tiempo que nos marque la etiqueta de medios de cultivo.
En este espacio de tiempo todo el equipo consensa su nota de desarrollo la cual lleva gráficos, dibujos, fotos, pequeños videos y así le damos tiempo al proceso de elaboración.
Una vez reposado el producto se tienen ya listos los mecheros de bunzen para poder realizar el proceso de ebullición del cual se le dará un minuto de tiempo desde que este empieza, se realiza un pequeño giro de muñequeo por encima de la flama azul al mechero, siendo muy cuidadoso de que el producto no se derrame el equipo donde se contiene ya que puede ocasionar quemaduras hasta de segundo grado.
Se muñequea, se observa el hervor, se retira cuidadosamente una y otra vez tomando el tiempo hasta que se cumpla el minuto una vez terminada esta acción se observa, se registra se deposita en la mesa y se deja enfriar.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad para realizar la práctica de medios de cultivo. Pedimos el material y lo apuntamos en el vale de material. Pusimos la autoclave a calentar, vestimos la mesa con papel blanco y tape conectamos los dos mecheros y los prendimos, vaciamos el polvo del medio de cultivo a un vaso de precipitado con agua destilada y movimos con el agitador para que no se hicieran grumos.
Pasamos el medio entre los dos macheros hasta que hirviera lo dejamos reposar y tapamos con una torunda de algodón envuelta en tape para evitar que se contamine. Después vaciamos en una caja petri y etiquetamos el medio de cultivo con tape y pusimos nombre del medio de cultivo, mesa, hora y fecha. Después lo pusimos en refrigeración.
Ya estando frió el medio de cultivo liquido tamponeamos con algodón, cellado con cinta masking tape asegurando bien la boquilla del matraz, etiquetamos con el numero de meas, el nombre del medio de cultivo, hora y fecha.
Los encargados del proceso de esterilización solidificaron a las mesas los medios de cultivo para ingresarlos a la autoclave.
Donde los encargados cerraran el equipo verificando que no exista riesgo deben de utilizar guantes de tela (no de látex).
Una vez terminado el proceso de esterilización, se retira el medio de cultivo del auto clave se deposita en medio de los dos mecheros formando un campo de esterilización por radiación.
“llenado de cajas petri”
Llenado de las cajas petri deben estar en el campo de esterilización en la mesa, no fuera de el para realizar el llenado de medio de cultivo y este no se contamine.
1. Con el vaso de precipitado de 50 ml. realizaremos la actividad de vaciado pero antes esterilizar la boquilla del vasito pasando una y otra vez que se realice esta acción vaciaremos la cantidad necesaria para el llenado de la caja.
2. Ya vaciado el material en la caja petri esta se deja semitapada no en su totalidad para que no exista vapor de agua.
3. Ya estando solidificado el medio de cultivo se tapa, se estiva y se asegura con tape para etiquetar con los sig. Datos: nombre del medio de cultivo, facha, masa y hora.
Si el medio de cultivo se contamina en 24, 48, 72 hrs. Se tendrá que volver a realizar la practica pero sancionados.
Bitácora:
• Auto clave.
• Matraz elen meyer 250 ml.
• Vidrio de reloj.
• Medio de cultivo 4502 gr.
• Torundas de algodón.
• Tape.
• Cristalizador.
• Vaso de precipitado 50 ml.
• Varilla de cristal (agitador).
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
• Espátula.
• Cajas petri 7.
• Agua destilada 25 ml.
• 2 mecheros de bunzen.
Conclusión: En esta nos fue muy mal debido a que ningún integrante del equipo y del salón, bueno casi nadie estudio la practica y nadie sabia que hacer fue un gran desastre pero realizamos el medio de cultivo.
industrial y de servicios no.155”
Herrera Hernández ana Karen
2LM
profesor..Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 1
“Medios de Cultivo”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá realizar los medios de cultivo para poder hacer siembras. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico ya que esto es esencial para las muestras que utilizaremos.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deben utilizar los medios de cultivo de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente captados para poder analizarlos mejor y tener resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: En esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a: preanalitica, analítica y postanalitica las cuales se deben de compaginar con la práctica secuencial.
Instrucciones:
1. El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio.
2. Solicitar vele de material para que se habiliten todos los materiales a utilizar en su práctica de medios de cultivo.
3. Una vez estando dentro del laboratorio de forma muy primordial los integrantes deberán habilitar el equipo de esterilización (auto clave con agua destilada), estudiar técnicas de esterilización.
4. Vestido de la mesa de laboratorio con papel blanco.
5. Habilitar línea de gas LP cualquiera de los integrantes debe abrir la llave de gas, verificando que las válvulas principales de la mesa estén abiertas las cuales se encuentran debajo de la misma.
Desarrollo de la práctica: Para organizar un medio de cultivo requerimos de los siguientes materiales de cristalería científico de apoyo autoclave.
Cristalería:
• Matraz elen meyer 250ml.
• Vaso de precipitado 50ml.
• Varilla de cristal como agitador.
• Vidrio de reloj.
• Cajas petri 5-7.
• Espátula.
• Balanza granataria.
• Cinta masking tape.
• Cono (embudo de cristal) elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Papel secante.
“Medio de cultivo en polvo 450gr.”
• Operaciones.
• Regla de tres. Agua destilada?
• Lápiz.
• Mente.
Rehidratamos deacuerdo a las indicaciones que están presentes en la etiqueta de medios de cultivo la cantidad necesaria de polvo reactivo para la elaboración de 5-7 cajas petri, en la que debe de utilizar también agua destilada en volumen.
Para poder rehidratar el polvo de medio de cultivo necesitamos manejar una regla de tres lo cual nos dará un porcentaje.
Pasamos el medio de cultivo que en polvo ocuparemos utilizando el vidrio de reloj.
Una vez pesado el polvo se mezclara con el agua solicitada para 5-7 cajas petri.
Para poder mezclar adecuadamente utilizaremos el matraz elen meyer para la mezcla en su caso dado el vaso de precipitado, agitando con la varilla de cristal para que no queden grumos. Una vez terminado este proceso de agitación y mezcla dejamos reposar el tiempo que nos marque la etiqueta de medios de cultivo.
En este espacio de tiempo todo el equipo consensa su nota de desarrollo la cual lleva gráficos, dibujos, fotos, pequeños videos y así le damos tiempo al proceso de elaboración.
Una vez reposado el producto se tienen ya listos los mecheros de bunzen para poder realizar el proceso de ebullición del cual se le dará un minuto de tiempo desde que este empieza, se realiza un pequeño giro de muñequeo por encima de la flama azul al mechero, siendo muy cuidadoso de que el producto no se derrame el equipo donde se contiene ya que puede ocasionar quemaduras hasta de segundo grado.
Se muñequea, se observa el hervor, se retira cuidadosamente una y otra vez tomando el tiempo hasta que se cumpla el minuto una vez terminada esta acción se observa, se registra se deposita en la mesa y se deja enfriar.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad para realizar la práctica de medios de cultivo. Pedimos el material y lo apuntamos en el vale de material. Pusimos la autoclave a calentar, vestimos la mesa con papel blanco y tape conectamos los dos mecheros y los prendimos, vaciamos el polvo del medio de cultivo a un vaso de precipitado con agua destilada y movimos con el agitador para que no se hicieran grumos.
Pasamos el medio entre los dos macheros hasta que hirviera lo dejamos reposar y tapamos con una torunda de algodón envuelta en tape para evitar que se contamine. Después vaciamos en una caja petri y etiquetamos el medio de cultivo con tape y pusimos nombre del medio de cultivo, mesa, hora y fecha. Después lo pusimos en refrigeración.
Ya estando frió el medio de cultivo liquido tamponeamos con algodón, cellado con cinta masking tape asegurando bien la boquilla del matraz, etiquetamos con el numero de meas, el nombre del medio de cultivo, hora y fecha.
Los encargados del proceso de esterilización solidificaron a las mesas los medios de cultivo para ingresarlos a la autoclave.
Donde los encargados cerraran el equipo verificando que no exista riesgo deben de utilizar guantes de tela (no de látex).
Una vez terminado el proceso de esterilización, se retira el medio de cultivo del auto clave se deposita en medio de los dos mecheros formando un campo de esterilización por radiación.
“llenado de cajas petri”
Llenado de las cajas petri deben estar en el campo de esterilización en la mesa, no fuera de el para realizar el llenado de medio de cultivo y este no se contamine.
1. Con el vaso de precipitado de 50 ml. realizaremos la actividad de vaciado pero antes esterilizar la boquilla del vasito pasando una y otra vez que se realice esta acción vaciaremos la cantidad necesaria para el llenado de la caja.
2. Ya vaciado el material en la caja petri esta se deja semitapada no en su totalidad para que no exista vapor de agua.
3. Ya estando solidificado el medio de cultivo se tapa, se estiva y se asegura con tape para etiquetar con los sig. Datos: nombre del medio de cultivo, facha, masa y hora.
Si el medio de cultivo se contamina en 24, 48, 72 hrs. Se tendrá que volver a realizar la practica pero sancionados.
Bitácora:
• Auto clave.
• Matraz elen meyer 250 ml.
• Vidrio de reloj.
• Medio de cultivo 4502 gr.
• Torundas de algodón.
• Tape.
• Cristalizador.
• Vaso de precipitado 50 ml.
• Varilla de cristal (agitador).
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
• Espátula.
• Cajas petri 7.
• Agua destilada 25 ml.
• 2 mecheros de bunzen.
Conclusión: En esta nos fue muy mal debido a que ningún integrante del equipo y del salón, bueno casi nadie estudio la practica y nadie sabia que hacer fue un gran desastre pero realizamos el medio de cultivo.
martes, 9 de junio de 2009
diactado practica no.6
PRACTICA No. 6
TINCIÓN DE GRAM.
Se debe utilizar una tinción de Gram. En el croquis preparado anteriormente para poder llegar a la observación macroscópica de los microorganismos denominados bacterias lo que observamos en forma de esperas, bastones y espirales cabe mencionar que en este elemento de observación no podríamos llegar a señalar macroscópicamente las espirales
=MATERIALES=
• Tinción de Gram.
• Caja de copli
• Porta objetos con copli
• Torunda de algodón
• Papel secante
• Mecheros
• Aceite de inversión
• Microscopio
Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción de gram que anteriormente ya investigamos para aplicar las técnicas correspondientes a la tincion que se basa en tiempo.
Una vez teñida la lamina de cristal verificando que no se queme con pintura, por que no sirve el frotis y como resultado debemos laborar un nuevo frotis. Si la laminilla en sus términos esta bien teñida acudimos a aplicarla una gota d aceite de inmersión la montamos en la platina del microscopio aseguramos con las pinzas la platina una vez estando asegurada realizamos el enfoque de 100x para que nuestra muestra de el resultado de poder vitalizar de forma esférica deforma en bastón, ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4, piezas en cadenas ya agrupadas asta en 3er plano a estas esferas se les denomina cocos a si mismo los bastones
TINCIÓN DE GRAM.
Se debe utilizar una tinción de Gram. En el croquis preparado anteriormente para poder llegar a la observación macroscópica de los microorganismos denominados bacterias lo que observamos en forma de esperas, bastones y espirales cabe mencionar que en este elemento de observación no podríamos llegar a señalar macroscópicamente las espirales
=MATERIALES=
• Tinción de Gram.
• Caja de copli
• Porta objetos con copli
• Torunda de algodón
• Papel secante
• Mecheros
• Aceite de inversión
• Microscopio
Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción de gram que anteriormente ya investigamos para aplicar las técnicas correspondientes a la tincion que se basa en tiempo.
Una vez teñida la lamina de cristal verificando que no se queme con pintura, por que no sirve el frotis y como resultado debemos laborar un nuevo frotis. Si la laminilla en sus términos esta bien teñida acudimos a aplicarla una gota d aceite de inmersión la montamos en la platina del microscopio aseguramos con las pinzas la platina una vez estando asegurada realizamos el enfoque de 100x para que nuestra muestra de el resultado de poder vitalizar de forma esférica deforma en bastón, ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4, piezas en cadenas ya agrupadas asta en 3er plano a estas esferas se les denomina cocos a si mismo los bastones
practica 4 observacion macroscopica
Operar equipo y materiales de laboratorio.
Observación macroscopica.
Alumno: Herrera Hernández Ana Karen.
Materia:Operar equipo y materiales de laboratorio.
Doctor:Victor Manuel Alfaro López.
Grupo:2LM
••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••
Objetivo.
Observar lo que ha crecido en los medios de cultivo y realizar la medida de cada una o la mayoria de las colonias bacteriologicas que han crecido en las cajas Petri.
••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••
Desarrollo.
Materiales utilizados:
-Pie de rey
-Medio de cultivo ya sembrados.
-2 Mecheros de Bunsen
-Papel para vestir mesa.
8:00am a 8:10am
Se nos distribuyeron las cajas Petri con los medios de cultivo ya desarrollados.
8:10am a 9:00am
Se le entrego cada caja de Petri al alumno que sembro las diferentes muestras para que cada alumno oliera y describiera cada olor para su registro.
9:00am a 10:00am
Se utilizo el pie de rey para medir las colonias y registrarlo en su informe.Se registro tambien su color y olor.Al final se guardo todo de nuevo y se retiro del laboratorio.
SIEMBRAS OBTENIDAS:
Siembra 1:DX Saborada.Se sembro muestra de pies.Tiene un olor a pie,fetido.Mide 5.5 *4.2 cm.
Siembra 2:EMB.Se sembro muestra de agua contaminada.Tiene olor a fruta podrida.Mide 6.3 cm *6.7 cm.
Siembra 3:Agar verde brillante.Se sembro muestra de agua de frijoles.Huele a frijoles podridos.Mide 6.7 cm * 4cm.
Siembra 4:Salmonella y shigella.Se sembro muestra de orina.Tiene un olor dulce rancio,echado a perder.Mide 5.9 cm * 1.1 cm.
Siembra 5:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de orina.Tiene un olor a acido penetrante.Mide 4.8 cm *2.7cm.
Siembra 6:Agar MacConkey.Se sembro muestra interdental.Huele una especie de olor bajo,amargo,pero leve.Mide 1 mm * 1mm.
Siembra 7:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de plasma sanguineo.Tiene un olor a vomito.Un olor tenue.Mide 1 cm * 1cm.
Siembra 8:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de agua fresca.Un olor a vomito,a podrido.Mide 0.5 cm * 0.5cm.
••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••
Conclusión.
Se aprendio como y que tanto pueden crecer siembras en distintos tipos de medio de cultivo.Se aprendio que tipo de olor y que color obtenian
Observación macroscopica.
Alumno: Herrera Hernández Ana Karen.
Materia:Operar equipo y materiales de laboratorio.
Doctor:Victor Manuel Alfaro López.
Grupo:2LM
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Objetivo.
Observar lo que ha crecido en los medios de cultivo y realizar la medida de cada una o la mayoria de las colonias bacteriologicas que han crecido en las cajas Petri.
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Desarrollo.
Materiales utilizados:
-Pie de rey
-Medio de cultivo ya sembrados.
-2 Mecheros de Bunsen
-Papel para vestir mesa.
8:00am a 8:10am
Se nos distribuyeron las cajas Petri con los medios de cultivo ya desarrollados.
8:10am a 9:00am
Se le entrego cada caja de Petri al alumno que sembro las diferentes muestras para que cada alumno oliera y describiera cada olor para su registro.
9:00am a 10:00am
Se utilizo el pie de rey para medir las colonias y registrarlo en su informe.Se registro tambien su color y olor.Al final se guardo todo de nuevo y se retiro del laboratorio.
SIEMBRAS OBTENIDAS:
Siembra 1:DX Saborada.Se sembro muestra de pies.Tiene un olor a pie,fetido.Mide 5.5 *4.2 cm.
Siembra 2:EMB.Se sembro muestra de agua contaminada.Tiene olor a fruta podrida.Mide 6.3 cm *6.7 cm.
Siembra 3:Agar verde brillante.Se sembro muestra de agua de frijoles.Huele a frijoles podridos.Mide 6.7 cm * 4cm.
Siembra 4:Salmonella y shigella.Se sembro muestra de orina.Tiene un olor dulce rancio,echado a perder.Mide 5.9 cm * 1.1 cm.
Siembra 5:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de orina.Tiene un olor a acido penetrante.Mide 4.8 cm *2.7cm.
Siembra 6:Agar MacConkey.Se sembro muestra interdental.Huele una especie de olor bajo,amargo,pero leve.Mide 1 mm * 1mm.
Siembra 7:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de plasma sanguineo.Tiene un olor a vomito.Un olor tenue.Mide 1 cm * 1cm.
Siembra 8:Eosina y azul de metileno.Se sembro muestra de agua fresca.Un olor a vomito,a podrido.Mide 0.5 cm * 0.5cm.
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Conclusión.
Se aprendio como y que tanto pueden crecer siembras en distintos tipos de medio de cultivo.Se aprendio que tipo de olor y que color obtenian
miércoles, 3 de junio de 2009
BITACORA
Bitácora
Ahora bien, el término es usado también para nombrar un registro escrito de las acciones que se llevaron a cabo en cierto trabajo o tarea. Esta bitácora incluye todos los sucesos que tuvieron lugar durante la realización de dicha tarea, las fallas que se produjeron, los cambios que se introdujeron y los costos que ocasionaron.
El Cuaderno o bitácora de trabajo es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.
1. Bitácora De Mantenimiento Preventivo Y Correctivo De Equipos De Laboratorio
Este registro deberá contener toda la información del bien, al que se esté registrando, además debe tener las actividades efectuada por técnicos especializados que tiene por objetivo, prevenir el desgaste prematuro de piezas vitales de funciones críticas en el proceso de trabajo, pronostica probables daños o determina defectos en el funcionamiento, recomendando reparaciones programadas con anticipación a la falla o inmediatas antes de la falla. Utiliza materiales auxiliares de limpieza y lubricación, repuestos menores y herramienta para montaje y desmontaje de partes y las actividades efectuada por técnicos especializados que tiene por objetivo recuperar equipo descompuesto para ponerlo en servicio. Utiliza materiales auxiliares de limpieza y lubricación y repuestos esenciales en el funcionamiento para sustituir los defectuosos.
Programa Anual de Mantenimiento Preventivo y/o Correctivo de Infraestructura
Este registro será llenado por el Jefe de Servicios Administrativos o el Jefe de Servicios Generales, donde exista el puesto o si no en su defecto será el Jefe de Centro o Delegado anualmente y será trasladado para su ejecución a donde corresponda.
Programa Anual de Mantenimiento Preventivo y/o Correctivo de Maquinaria y Equipo.
Este registro será llenado por el instructor o responsable del bien con la supervisión del Jefe Técnico Pedagógico, Jefe de taller donde haya o el jefe de Centro o Delegado Departamental, a manera de tomar las previsiones si hay necesidad de registrar las actividades en la Programación Operativa de la Unidad y permanecerá copia en poder de los mismos para la supervisión necesaria.
En actividad realizada se registran los trabajos que se realicen por mantenimiento preventivo y / o correctivo, si se trata de mantenimiento correctivo, éste debe estar respaldado con su respectivo registro.
Reporte de Daños o Fallas en Maquinaria, Equipo e infraestructura
Este registro deberá de ser llenado por el usuario y funcionará como un reporte y solicitud de la realización de cualquier trabajo de reparación o mantenimiento correctivo que se realice a cualquier maquinaria, equipo por cualquier caso.
2. Bitácora De Control De Calidad De Reactivos
Este registro deberá contener toda la información del bien, al que se esté registrando, además debe tener las
Control de calidad de los medios de cultivo.
Control de calidad de reactivos.
Control de calidad de tintes.
Control de calidad de antisueros.
Control de calidad de la prueba de sensibilidad a los antibióticos.
Control de calidad del medio de cultivo.
Control de calidad de los discos de sensibilidad a los antibióticos.
Control de calidad de la lectura e interpretación.
Control de calidad de la sensibilidad a los antibióticos en los sistemas computarizados.
Control de calidad de equipos y materiales de trabajo.
Control de calidad de equipos computarizados.
Control de calidad de fórmulas lácteas y mamaderas.
Control de calidad del agua destilada.
EL CEPARIO
Métodos de conservación de cepas bacterianas.
Mantenimiento del cerapio
Cepas ATCC
Transporte de cepas bacterianas
SUPERVISION DE PERSONAL
Evaluación del personal
Programa de Docencia
Evaluación del informe final
Control de calidad externo.
Certificación del Laboratorio de Microbiología.
PROFORMAS DE REPORTES DEL CONTROL DE CALIDAD
Libro de reporte de control de calidad de medios en platos.
Libro de reportes de control de calidad de medios en tubos.
Libro de reporte de control de calidad de antisueros y reactivos.
Libro de reporte de control de calidad de fórmulas lácteas y mamaderas.
Libro de reporte de control de calidad de la sangre de carnero.
Libro de reporte de control de calidad de los discos de sensibilidad a los antibióticos.
Libro de control del cerapio.
PARATIFOIDEA, TIFOIDEA, BRUCELOSIS, Y PROTEUS COMO ENFERMEDAD
La fiebre tifoidea o fiebre entérica: es una enfermedad infecciosa producida por Salmonella typhi o Salmonella paratyphi A, B o C. Su reservorio es el hombre, y el mecanismo de contagio es fecal-oral, a través de agua y de alimentos contaminados con deyecciones.
El bacilo ingresa por vía digestiva y llega al intestino, pasando finalmente a la sangre, causando una fase de bacteremia hacia la primera semana de la enfermedad; posteriormente se localiza en diversos órganos y produce fenómenos inflamatorios y necróticos, debidos a la liberación de endotoxinas. Finalmente, las salmonelas se eliminan al exterior por las heces.
La brucelosis, también llamada fiebre malta o fiebre ondulante: es una enfermedad que ataca a muchas especies de mamíferos dentro de los cuales se encuentra al hombre, causando la brucelosis humana. También infecta a otros mamíferos dentro de los cuales se encuentran algunos con alta relevancia económica como pueden ser los ganados bovino, equino, porcino, ovino y caprino y a otras especies silvestres.
En el hombre, su sintomatología inicial es fiebre, cefalea, dolor vertebral con afectación de las articulaciones sacroilíacas y adenopatías (inflamación de los ganglios) en el 50% de los afectados. En casos más graves puede producir endocarditis y neumonía. La fiebre suele subir durante la noche y disminuir durante el día, con períodos de oscilación (de ahí que se dé el nombre de fiebre ondulante a la enfermedad).
El Síndrome de Proteus es una enfermedad congénita que causa un crecimiento excesivo de la piel y un desarrollo anormal de los huesos, normalmente acompañados de tumores en más de la mitad del cuerpo.
El Síndrome de Proteus: es extremadamente raro. Desde que el Dr. Michael Cohen lo identificó en 1979, sólo se han confirmado poco más de 200 casos en todo el mundo. Puede que se hayan dado más, pero los que son correctamente diagnosticados suelen tener manifestaciones evidentes del síndrome, estando considerablemente desfigurados.
Esta extraña enfermedad habría permanecido oculta de no ser por que Joseph Merrick – inmortalizado como el "Hombre Elefante" debido al aspecto que le daban los tumores de su cabeza y el color grisaceo de su piel – fue diagnosticado más tarde de un severo caso de Síndrome de Proteus además de, neurofibromatosis, cosa que los médicos pensaban anteriormente que tenía.
Extrañamente, el brazo izquierdo y los genitales de Merrick no estaban afectados por la enfermedad que había deformado el resto de su cuerpo.
El Síndrome de Proteus causa un crecimiento anormal de la piel, huesos, músculos, tejido adiposo, y vasos sanguíneos y linfáticos.
Es una enfermedad progresiva, los niños suelen nacer sin ninguna deformidad evidente. Conforme crecen aparecen los tumores y el crecimiento de la piel y de los huesos. La gravedad y la localización de estos crecimientos asimétricos varían ampliamente, aunque suelen darse en el craneo, uno o más miembros y en la plantas de los pies. Hay un riesgo de muerte prematura en los individuos afectados debido a trombosis y tromboembolismo pulmonar, causadas por malformaciones asociadas a este desorden en los vasos. Otros riesgos pueden venir provocados por el peso del tejido extra- Se cree que Joseph Merrick murió por el peso de su enorme y pesada cabeza que venció la resistencia de su cuello y cayó hacia atrás, fracturándoselo.
El desorden afecta a los dos sexos por igual, y puede darse en todas las etnias.
FROTIS
frotis:de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación de el frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia de el tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
Extensión en el portaobjetos Para llevar a cabo las extensiones en portaobjeto se coloca una gota de sangre de 3 a 4 mm de diámetro, a unos 2 o 3 cm de uno de los extremos de el portaobjetos este se coloca en una superficie plana y lisa. Con el borde de otro portaobjeto, con el que se toca la gota de sangre, la cual se desliza por capilaridad a todo lo largo de el canto de dicho portaobjeto y con un movimiento rápido y uniforme, en un angulo de 45 grados se desliza el portaobjetos dejando una capa de sangre en la superficie de el otro. El espesor del extendido debe ser delgado.
COCOS Y BACILOS
BASILOS
Los bacilos son bacterias que tienen forma de bastón, cuando se observan al microscopio.Los bacilos se suelen dividir en:
• Bacilos Gram positivos: fijan el violeta de genciana (tinción de Gram) en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacárido.
• Bacilos Gram negativos: no fijan el violeta de genciana porque poseen la capa de lipopolisacárido(peptidoglicano).
• Aunque muchos bacilos son patógenos para el ser humano, algunos no hacen daño, pues son los encargados de producir algunos productos lácteos como el yogurt (lactobacilos).
COCOS
Coco, tipo morfológico de bacteria. Tiene forma más o menos esférica (ninguna de sus dimensiones predomina claramente sobre las otras).
• Diplococo: estos cocos se dividen en un sólo plano formando parejas, y dan la impresión de un grano de café, entre éstos podemos citar a los meningococos y gonococos.
• Algunos ocasionan enfermedades a los humanos (Ej:neumococo y estafilococo) tambien es causante de enfermendades como el de la meningitis, otros resultan inocuos o incluso beneficiosos.
• Los cocos se dividen en:
• Diplococos: Son pares.
• Estreptococos: En cadena.
• Estafilococos: En racimo.
• Tetradas: En número de 4.
• Sarcinas: En paquetes.
autoclave por calor humedo
Autoclaves de esterilización por calor húmedo
La tecnología de esterilización por calor húmedo es la más extendida por su versatilidad y efectividad en productos resistentes al calor. Según el tipo de producto a esterilizar, se emplean diferentes técnicas:
• Esterilización por vapor
• Esterilización por mezcla de vapor-aire
• Esterilización por mezcla de vapor-agua
La esterilización por vapor se emplea básicamente para esterilizar diversos tipos de materiales sólidos: ropa, instrumental de acero inoxidable, filtros, componentes de otros equipos, etc.; y también para medios líquidos en contenedores cerrados o ventilados, etc.
La esterilización por mezcla de vapor-aire y por mezcla de vapor-agua se han desarrollado especialmente para la esterilización terminal de soluciones líquidas en contenedores de vidrio o de plástico cerrados y se basan en el control de la presión diferencial existente entre el interior del contenedor y la cámara.
jueves, 21 de mayo de 2009
practica pesos y medidas
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no. 155
Mesa 3
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Hoja de datos personales:
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar Equipo y Material de Laboratorio
• Borjas young Miriam Alejandra.
• Cárdenas Osuna Eric Alonso.
• Godinez Ayala Liliana.
• Herrera Hernández Ana Karen.
• Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
• Huitron Barajas José Alberto.
• Jáuregui Flores Erick Fernando.
• Olmos Sahagun Genaro.
• Parra Hernández Ilan Alonso.
Objetivo:
“Laboratorio de Análisis Clínicos”
Practica: Uso y Manejo de la Balanza Granataria.
El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio, aplicando los conocimientos que se le han brindado y sus propios conocimientos para poder utilizar este material en cualquier área del laboratorio clínico. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Para que todo esto sea posible el alumno debe llagar puntualmente y con su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, cubre boca).
Para evitar la contaminación de las sustancias o líquidos que se manejan. Los integrantes de la mesa tendrán que manejar y revisar cuidadosamente cada instrumento para evitar caídas y revisar que no estén dañados para que al momento de utilizarlos no ocurra ningún accidente.
Justificación:
Este tema nos ayuda para saber usar la balanza granataria y poderla usar en las practicas que realizaremos de hoy en adelante practicas como: medio de cultivo, determinar el volumen o peso de alguna sustancia, liquida o en polvo.
El objetivo de esta práctica fue aprender a pesar y medir los materiales utilizados en el laboratorio clínico y a desarrollar las habilidades del alumno, lo cual aprenderán.
Utilizar la balanza granataria, saber el peso exacto de cada material es otro aspecto fundamental ya desarrollado.
Con esta práctica aprendimos a manejar la balanza granataria adecuadamente ya que es una herramienta muy utilizada. Además al mismo tiempo pudimos manejar instrumentos de cristalería y es muy útil para poder manejarlos y conocerlos mejor.
Introducción:
Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para que puedan obtener mejor funcionamiento y manejo de la misma ya que podrán pesar con exactitud cualquier sustancia o material que desee o necesite.
Para ello cada integrante tendrá que aprender individualmente con la ayuda del maestro y compañeros de mesa a mover este instrumento para que a la hora de un examen tenga el conocimiento adecuado de este instrumento.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se soliciten, todo esto con la finalidad de que el alumno experimente y se familiarice con los materiales y el procedimiento de esta practica.
Indice:
Portada.
Contra portada.
Hoja de datos personales.
Objetivo.
Justificación.
Objetivo particular.
Introducción.
Marco teórico.
Desarrollo.
Fichas bibliografías.
Marco Teórico:
El día martes 30 de marzo del 2009 en la clase del profesor Víctor realizamos nuestra práctica de pesos y medidas con nuestro equipo de bioseguridad puesto; En esta práctica medimos algunos materiales de los cuales obtuvimos los siguientes resultados.
Material:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Desarrollo:
Unidad II
Pesos y Medidas
El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Glosario de Términos:
Peso: Fuerza resultante de la acción de la gravedad sobre un peso, cuerpo.
Medida: Acción y efecto de medir.
Solventes: Sustancias.
Reactivos: Activar de nuevo, dar mas actividad, reactivación.
Agua Corriente: Agua de la llave.
Volumen: Espacio ocupado por un cuerpo.
Menisco: Superficie libre del líquido contenido en in tubo estrecho.
Fichas Bibliograficas:
• Laboratorio de análisis clínicos CBtis no.155.
• Practica de pesos y medidas.
Conclusión:
Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
Deacuerdo a la explicación del profesor llevamos acabo la actividad con éxito, creo yo, aprendimos a utilizar la balanza granataria para cuando nos apliquen un examen. Mis compañeros y yo realizamos la práctica dinámicamente.
En conclusión esta actividad nos será de mucha utilidad para llevar acabo nuestras prácticas para así saber el peso de cada material y también como utilizar la balanza granataria lo cual es indispensable para hacer un mejor trabajo. Con la finalidad de formar unos alumnos de laboratorio clínico preparados y responsables.
industrial y de servicios no. 155
Mesa 3
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Hoja de datos personales:
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar Equipo y Material de Laboratorio
• Borjas young Miriam Alejandra.
• Cárdenas Osuna Eric Alonso.
• Godinez Ayala Liliana.
• Herrera Hernández Ana Karen.
• Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
• Huitron Barajas José Alberto.
• Jáuregui Flores Erick Fernando.
• Olmos Sahagun Genaro.
• Parra Hernández Ilan Alonso.
Objetivo:
“Laboratorio de Análisis Clínicos”
Practica: Uso y Manejo de la Balanza Granataria.
El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio, aplicando los conocimientos que se le han brindado y sus propios conocimientos para poder utilizar este material en cualquier área del laboratorio clínico. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Para que todo esto sea posible el alumno debe llagar puntualmente y con su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, cubre boca).
Para evitar la contaminación de las sustancias o líquidos que se manejan. Los integrantes de la mesa tendrán que manejar y revisar cuidadosamente cada instrumento para evitar caídas y revisar que no estén dañados para que al momento de utilizarlos no ocurra ningún accidente.
Justificación:
Este tema nos ayuda para saber usar la balanza granataria y poderla usar en las practicas que realizaremos de hoy en adelante practicas como: medio de cultivo, determinar el volumen o peso de alguna sustancia, liquida o en polvo.
El objetivo de esta práctica fue aprender a pesar y medir los materiales utilizados en el laboratorio clínico y a desarrollar las habilidades del alumno, lo cual aprenderán.
Utilizar la balanza granataria, saber el peso exacto de cada material es otro aspecto fundamental ya desarrollado.
Con esta práctica aprendimos a manejar la balanza granataria adecuadamente ya que es una herramienta muy utilizada. Además al mismo tiempo pudimos manejar instrumentos de cristalería y es muy útil para poder manejarlos y conocerlos mejor.
Introducción:
Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para que puedan obtener mejor funcionamiento y manejo de la misma ya que podrán pesar con exactitud cualquier sustancia o material que desee o necesite.
Para ello cada integrante tendrá que aprender individualmente con la ayuda del maestro y compañeros de mesa a mover este instrumento para que a la hora de un examen tenga el conocimiento adecuado de este instrumento.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se soliciten, todo esto con la finalidad de que el alumno experimente y se familiarice con los materiales y el procedimiento de esta practica.
Indice:
Portada.
Contra portada.
Hoja de datos personales.
Objetivo.
Justificación.
Objetivo particular.
Introducción.
Marco teórico.
Desarrollo.
Fichas bibliografías.
Marco Teórico:
El día martes 30 de marzo del 2009 en la clase del profesor Víctor realizamos nuestra práctica de pesos y medidas con nuestro equipo de bioseguridad puesto; En esta práctica medimos algunos materiales de los cuales obtuvimos los siguientes resultados.
Material:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Desarrollo:
Unidad II
Pesos y Medidas
El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Glosario de Términos:
Peso: Fuerza resultante de la acción de la gravedad sobre un peso, cuerpo.
Medida: Acción y efecto de medir.
Solventes: Sustancias.
Reactivos: Activar de nuevo, dar mas actividad, reactivación.
Agua Corriente: Agua de la llave.
Volumen: Espacio ocupado por un cuerpo.
Menisco: Superficie libre del líquido contenido en in tubo estrecho.
Fichas Bibliograficas:
• Laboratorio de análisis clínicos CBtis no.155.
• Practica de pesos y medidas.
Conclusión:
Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
Deacuerdo a la explicación del profesor llevamos acabo la actividad con éxito, creo yo, aprendimos a utilizar la balanza granataria para cuando nos apliquen un examen. Mis compañeros y yo realizamos la práctica dinámicamente.
En conclusión esta actividad nos será de mucha utilidad para llevar acabo nuestras prácticas para así saber el peso de cada material y también como utilizar la balanza granataria lo cual es indispensable para hacer un mejor trabajo. Con la finalidad de formar unos alumnos de laboratorio clínico preparados y responsables.
jueves, 14 de mayo de 2009
OPERAR EQUIPO DE LABORATORIO A SI COMO ELABORAR MEDIOS DE CULTIVO
ETAPA PREANALITICA PRACTICAS
1. ELAVORAR MEDIOS DE CULTIVOS
2. ESTERIZACION DE MEDIOS DE CULTIVOS
3. SIEMBRAS EN ESTRIA DE MEDIOS DE CULTIVO
4. OBSERVACION DEL DESARROLLO DE MICROORGANISMOS EN MEDIOS DE CULTIVO
5. LECTURAS DE COLONIAS
6. FROTIS PARA TINCION
7. TINCION DE GRAM
8. OBSERVACION MICROSCOPICA EN OBJETIVO 100XCON ACEITE DE INMERCION
9. PRACTICA PRUEBA DE REACCIONES
10.PRUEBA DE AGUTINACION EN SANGRE FRESCA UTILIZANDO TUBO CON ANTICUAGULANTE , TUBO DE TAPON ROJO
1. ELAVORAR MEDIOS DE CULTIVOS
2. ESTERIZACION DE MEDIOS DE CULTIVOS
3. SIEMBRAS EN ESTRIA DE MEDIOS DE CULTIVO
4. OBSERVACION DEL DESARROLLO DE MICROORGANISMOS EN MEDIOS DE CULTIVO
5. LECTURAS DE COLONIAS
6. FROTIS PARA TINCION
7. TINCION DE GRAM
8. OBSERVACION MICROSCOPICA EN OBJETIVO 100XCON ACEITE DE INMERCION
9. PRACTICA PRUEBA DE REACCIONES
10.PRUEBA DE AGUTINACION EN SANGRE FRESCA UTILIZANDO TUBO CON ANTICUAGULANTE , TUBO DE TAPON ROJO
miércoles, 13 de mayo de 2009
practica 3 segundo parcial PIPETEO
indice:
1.- objetivo
2.- introduccion
3.- desarrollo
4.- conclusion
objetivo: la practica nº3 tiene como objetivo el que los alumnos de laboratorio sepan succionar el agua atrvez de las pipetas y dejar caer la cantidad de agua succionada en el vidrio de reloj. tambien cada uno de los integrantes de la mesa hizo el pipeteo; poniendo a prueba nuestros conocimientos.
introduccion: esta practica nos fue muy util pues ya que aprendimos a succionar y soltar el agua en el pipeteo, para despues depositarla en la probeta graduada y asi confirmar los mililitros.
desarrollo: se utilizo todas y cada una de las pipetas para succionar el agua atraves de ella, tambien se utilizo la probeta graduada para pasar el agua de la pipeta en la probeta para comprobar los mililitros.
materiales:
4 pipetas volumetricas
pipeta pasteur
pipeta 10 uuml
pipeta de 10 ml
1 matraz erlen meyer
1 probeta graduada
1 pipeta automatica
1 vidri de reloj
10 ul: 2 gotas de la pipeta pasteur
5.0 ul: 1 gota de la pipeta pasteur
conclusion:
la practica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pipetear y precisar las cantidades de agua en mililitros.
cada integrante de la mesa
1.- objetivo
2.- introduccion
3.- desarrollo
4.- conclusion
objetivo: la practica nº3 tiene como objetivo el que los alumnos de laboratorio sepan succionar el agua atrvez de las pipetas y dejar caer la cantidad de agua succionada en el vidrio de reloj. tambien cada uno de los integrantes de la mesa hizo el pipeteo; poniendo a prueba nuestros conocimientos.
introduccion: esta practica nos fue muy util pues ya que aprendimos a succionar y soltar el agua en el pipeteo, para despues depositarla en la probeta graduada y asi confirmar los mililitros.
desarrollo: se utilizo todas y cada una de las pipetas para succionar el agua atraves de ella, tambien se utilizo la probeta graduada para pasar el agua de la pipeta en la probeta para comprobar los mililitros.
materiales:
4 pipetas volumetricas
pipeta pasteur
pipeta 10 uuml
pipeta de 10 ml
1 matraz erlen meyer
1 probeta graduada
1 pipeta automatica
1 vidri de reloj
10 ul: 2 gotas de la pipeta pasteur
5.0 ul: 1 gota de la pipeta pasteur
conclusion:
la practica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pipetear y precisar las cantidades de agua en mililitros.
cada integrante de la mesa
TINCION TAREA 3 DEL TERCER PARCIAL
TINCION
El microscopio de campo claro es mas útil para la observación de especimenes teñidos. Los colorantes son compuestos químicos utilizados para aumentar el contraste. Existen algunos colorantes vitales que pueden añadirse directamente a una preparación en fresco; por tanto, colorean células vivas.
MÉTODO DE TINCIÓN DIRECTA
MÉTODO DE TINCIÓN INDIRECTA
En este método la presencia de un anticuerpo no fluorescente sobre la superficie de la célula se detecta mediante un anticuerpo fluorescente dirigido contra el anticuerpo no fluorescente.
Esto se consigue inmunizando un conejo con bacterias, el que producirá globulinas específicas. Luego se utilizan Iglob anti-conejo marcadas con un colorante fluorescente.
La ventaja de este método es que no se requiere un
anticuerpo marcado para cada antígeno (bacteria) a determinar.
TINCION CON AZUL DE METILENO
son compuestos orgánicos que tienen alguna afinidad específica por los materiales celulares. Muchos colorantes utilizados con frecuencia son moléculas cargadas positivamente (cationes) y se combinan con intensidad con los constituyentes celulares cargados negativamente, tales como los ácidos nucleicos y los polisacáridos ácidos. Ejemplos de colorantes catiónicos son el azul de metileno, el cristal violeta y la safranina
TINCION DE GRAM
En el examen con microscopio, los estreptococos son redondos u ovalados; en ocasiones forma celulas alongadas que se parecen a corinebacterias pleomorfas o lactobacilos. Pueden parecer gramnegativos si los cultivos son viejos o si el paciente ha sido tratado con antibióticos.
Tinción zhill- nillzen
Esta tinción sirve para teñir bacterias del genero mycobacterium, el resto de las bacterias se tiñen de azul por el colorante de contraste
tarea 2. tercer parcial
QUE ES MEDIO DE CULTIVO:
los medios para hemocultivos son útiles para el desarrollo de todos estos microorganismos, así como los caldos nutritivos, comunes como el tiogliconato o la infusión de cerebro-corazón. Los hemolcutivos positivos en cadenas cocos grampositivos en cadenas en la tinción de gram, pero que no se desarrollan en el subcultivo, deben subcultivarse de nuevo con un disco de piridoxal para cubrir la posibilidad de que se trate de una bacteriemia por trate de una bacteria por abiotrophia o granulicatella
CLASIFICACIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO:
MEDIOS ENRIQUECIDOS
Algunos microorganismos no son capaces de desarrollarse en medios de cultivo normales. Para cultivarlos necesitamos añadir sustancias altamente nutritivas como sangre, suero, extractos de tejidos animales... Estos medios son los medios enriquecidos, y los microorganismos que crecen en ellos son microorganismos exigentes o fastidiosos. Ejemplo: agar-sangre.
MEDIOS DIFERENCIALES
Contienen distintos compuestos químicos o indicadores sobre los que determinados microorganismos adquiere coloraciones específicas o reaccionan de una manera determinada.
Ejemplo: Agar levine tiene colorantes especiales (eosina y azul de metileno) que nos permiten diferenciar a las colonias que viven en el medio. Escherichia coli forma colonias de color verde claro, mientras que enterobacter forma colonias de color rosa salmón.
MEDIOS SELECTIVOS
Contienen uno o varios compuestos que inhiben el crecimiento de un determinado tipo de microorganismos y no afectan a otros tipos. El cristal violeta inhibe las gram +. Otra manera es modificar la fuente de carbono; si sustituímos la glucosa por maltosa, seleccionamos aquellos microorganismos capaces de digerirla.
MEDIOS SELECTIVOS Y DIFERENCIALES
Ejemplo: Agar Mclonkey tiene cristal violeta y sales biliares. Es un medio específico para enterobacterias. Cristal violeta inhibe a las gram +. Las sales biliares hace que sólo se desarrollen las gram - que puedan tolerar estas sales; las enterobacterias. El indicador es el rojo neutro, que es rojo a pH ácido e incoloro a pH básico. Como fuente de carbono se utilizan peptona y lactosa.
Se usa para detectar E. Coli y Salmonella. E. Coli es tolerante a la lactosa. Al digerirla, libera ácidos, por lo que se crea un medio ácido y el indicador se pone rojo. Salmonella no tolera la lactosa, por lo que no formará ácidos y formará colonias incoloras.
SIEMBRAS EN MEDIOS DE CULTIVO
Cultivo en medio líquido
Habitualmente se realiza en tubos o en matraces. El crecimiento se puede manifestar por enturbiamiento, por formación de velo o película, o por sedimento.
Incorporada
Se coloca 1 mL de la muestra en una placa estéril vacía, en el centro de la misma. Sobre ella se agregan 20 mL de medio de cultivo fundido y termostatizado a 45ºC; luego se agita la placa, moviéndola 4 veces en sentido horario, 4 en sentido antihorario, una vez de arriba a abajo, una vez hacia los costados y una vez en sentido antihorario.
Las placas se incuban invertidas, ya que la alta concentración de agua en el medio puede provocar condensación durante la incubación y si cae sobre la superficie del agar, se extiende dando un crecimiento confluente.
En medio sólido cada célula viable dará origen a una colonia y por lo tanto la siembra en placas se puede utilizar, no solo para cultivar microorganismos, sino además para contar y aislar.
En general cuando se quieren tener colonias aisladas a partir de un material determinado, es necesario diluir la muestra en tubos con suero fisiológico estéril.
Cultivo en medio sólido
Puede ser en tubos o placas.
a) Tubos con agar inclinado. Para sembrarlos, se mueve el ansa o la punta suavemente sobre la superficie del agar con un movimiento en zigzag desde el fondo hasta la parte superior, cuidando de no dañar el agar.
b) Tubos sin inclinar. Se siembran introduciendo una punta en el centro del agar. También se llama siembra por picadura.
c) Siembra en placas. Puede ser en superficie o incorporada.
En superficie
En superficie
1) Se colocan 0.1 mL de la dilución de la muestra con pipeta estéril en el centro de la placa, y se distribuye con un rastrillo estéril. 2) Se siembra con un ansa para aislar, como se explica más adelante. 3) Se siembra con un hisopo.
TAREA NO. 1 . TERCER PARCIAL
Brucella abortus: son bacilos cortos o cococbacilos gramnegativos que se colorean mal con la coloración convencional de gram, pequeños, inmóviles y aerobios.
Proteus: Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa. Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.
Salmonella typhi: esta formada por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Algunas salmonellas son comunes en la piel de tortugas y de muchos reptiles, lo cual puede ser importante cuando se manipulan a la vez este tipo de mascotas y alimentos.
Escherichia coli: Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es un bacilo que reacciona negativamente a la tinción de Gram (gramnegativo), es anaeróbico facultativo, móvil por flagelos peritricos (que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa y su prueba de IMVIC es ++--. Es una bacteria utilizada frecuentemente en experimentos de genética y biotecnología molecular.
Características del microorganismo paramecium:
. Pequeños, de ordinario unicelulares, algunos coloniales con pocos o numerosos individuos todos iguales; sin simetría o con simetría bilateral, radial o esférica.
.Forma celular generalmente constante, ovalada, alargada, esférica u otra, en algunas especies.
.núcleo diferenciado, único o múltiple; otras partes estructurales como orgánulos; sin órganos o tejidos.
.Locomoción por flagelos, pseudópodos, cilios o movimientos de la propia célula.
.Algunas especies con cápsulas protectoras o testas; muchas especies forman quistes o esporas resistentes para sobrevivir a las condiciones adversas o para la dispersión.
.De vida libre, comensales, mutualísticos o parásitos.
. Nutrición variada:
. Holozoicos, que se alimentan de otros organismos (bacterias, levaduras, algas, otros protozoos, etc.).
b. Saprofititos, que se alimentan de sustancias disueltas en su medio.
c. Saprozoicos, que se alimenta de sustancia animal muerta.
d. Holofíticos, también conocidos como autótrofos, es decir, que produce alimento por fotosíntesis (como las plantas).
viernes, 8 de mayo de 2009
CUESTIONARIO 1 SEGUNDO PARCIAL
1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama: JOSEPH R. BROWN
2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.
EN 1851
3.- También se ha llamado pie de rey al: CALIBRE MODERNO
4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier. EN 1851
5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey, VERNIER
CLASIFICACION DE BRUCELLA, SALMONELLA Y PROTEUS
BRUCELLA
Es una bacteria que causa abortos en infertilidad en el ganado y fiebre ondulante en el nombre. Se multiplica en el citoplasma celular evadiendo los mecanismos de muerte intracelular. El oxido nítrico (NO) es importante en la regulación de la respuesta inmune
SALMONELLA
Clásicamente se distinguían tres únicas especies patógenas primarias, S Typha, S. Choleraes suisys, enferitidis. A su vez, según la serotipificacion de kauffman y white eran clasificadas en más de 2000 serótipos en base a los anfígenos somáticos o fracción polisacarida del lipolisacarido bacilar, S Typha posee además un anfígeno de virulencia
Vi
PROTEUS
Hay tres especies que causan infecciones oportunistas en el hombre causan infecciones urinarias, todas las especies de proteus son resistentes a la ampicilina P. mira bilis es sensible a la penicilina
martes, 21 de abril de 2009
PIE DE REY O VERNIER
El calibre, también denominado cartabón de corredera, pie de rey, pie de metro, pie a coliza o Vernier, es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, desde centímetros hasta fracciones de milímetros (1/10 de milímetro, 1/20 de milímetro, 1/50 de milímetro). En la escala de las pulgadas tiene divisiones equivalentes a 1/16 de pulgada, y, en su nonio, de 1/128 de pulgadas.
Es un instrumento sumamente delicado y debe maniobrarse con habilidad, cuidado y delicadeza, con precaución de no rayarlo ni doblarlo (en especial, la coliza de profundidad).
El calibre moderno con nonio y lectura de milésimas de pulgada, fue inventado por el americano Joseph R. Brown en 1851. Fue el primer instrumento práctico para efectuar mediciones de precisión que pudo ser vendido a un precio asequible.
miércoles, 8 de abril de 2009
BACTERIA EN EL MEDIO DE CULTIVO
Uno de los sistemas más importantes para la identificación de microorganismos es observar su crecimiento en sustancias alimenticias artificiales preparadas en el laboratorio. El material alimenticio en el que crecen los microorganismos es el Medio de Cultivo y el crecimiento de los microorganismos es el Cultivo. Se han preparado más de 10.000 medios de cultivo diferentes.
Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y debe estar exento de todo microorganismo contaminante.
La mayoría de las bacterias patógenas requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros ingredientes.
El agar es un elemento solidificante muy empleado para la preparación de medios de cultivo. Se licua completamente a la temperatura del agua hirviendo y se solidifica al enfriarse a 40 grados. Con mínimas excepciones no tiene efecto sobre el crecimiento de las bacterias y no es atacado por aquellas que crecen en él.
La Gelatina es otro agente solidificante pero se emplea mucho menos ya que bastantes bacterias provocan su licuación.
En los diferentes medios de cultivo se encuentran numerosos materiales de enriquecimiento como hidratos de carbono, suero, sangre completa, bilis, etc. Los hidratos de Carbono se adicionan por dos motivos fundamentales: para incrementar el valor nutritivo del medio y para detectar reacciones de fermentación de los microorganismos que ayuden a identificarlos. El suero y la sangre completa se añaden para promover el crecimiento de los microorganismos menos resistentes.
También se añaden colorantes que actúan como indicadores para detectar, por ejemplo, la formación de ácido o como inhibidores del crecimiento de unas bacterias y no de otras (el Rojo Fenol se usa como indicador ya que es rojo en pH básico y amarillo en pH ácido. La Violeta de Genciana se usa como inhibidor ya que impide el crecimiento de la mayoría de las bacterias Gram.-positivas).
martes, 7 de abril de 2009
INTRODUCCION: Los alumnos de laboratorio clínico, deben de utilizar el microscopio de forma adecuada aplicando los conocimientos anteriormente aprendidos, para que puedan obtener un mejor funcionamiento y manejo del mismo ya que en el podrán observar diferentes estructuras diminutas que no se alcanzan a ver de forma microscópica.
SISTEMA ÓPTICO
1. OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)
2. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)
3. CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación
4. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
5. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
SISTEMA MECÁNICO
1. SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
2. PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
3. CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular…
4. REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
5. TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.
4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.
MANEJO DEL MICROSCOPIO
1 Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.
2 Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas
3 Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4 1. Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.
Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de
incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos
b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5 Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6 EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:
A.- Bajar totalmente la platina
B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:
Aceite
1. Muestras de tomate
2. Muestras de cebolla
3. Muestra de sangre
4. Muestra de vegetal (hoja)
6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1 Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2 Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo
3 Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4 No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5 Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6 No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)
7 El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8 Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9 Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
OBJETIVO: El alumno técnico en Laboratorio clínico aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio, aplicándolo en las diferentes áreas del laboratorio teniendo como finalidad el enfoque de los diferentes objetos que se le indiquen.
SISTEMA ÓPTICO
1. OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)
2. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)
3. CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación
4. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
5. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
SISTEMA MECÁNICO
1. SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
2. PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
3. CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular…
4. REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
5. TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.
4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.
MANEJO DEL MICROSCOPIO
1 Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.
2 Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas
3 Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4 1. Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.
Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de
incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos
b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5 Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6 EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:
A.- Bajar totalmente la platina
B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:
Aceite
1. Muestras de tomate
2. Muestras de cebolla
3. Muestra de sangre
4. Muestra de vegetal (hoja)
6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1 Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2 Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo
3 Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4 No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5 Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6 No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)
7 El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8 Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9 Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
OBJETIVO: El alumno técnico en Laboratorio clínico aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio, aplicándolo en las diferentes áreas del laboratorio teniendo como finalidad el enfoque de los diferentes objetos que se le indiquen.
PRUEBAS SEROLOGICAS
Guglea
La glugea es un parásito intestinal muy contagioso y frecuentemente mortal Veremos a los peces afectados por el, con un notable enflaquecimiento y sus heces serán de color blanquecino.
href="https://blogger.googleusercontent.com/img/b/R29vZ2xl/AVvXsEhV7yfPBqtcVDDX3n0OsZmaQGTuOM6vtVOekQ1FEDFI0alxgdzWICPBbsdNg93TdBnefzV6o_nfr90rBCIh1VA8rQkt_gFrGymp8sseb8Kp3ZOcbJy1GWCquRhlMVnhnIxhD2A66WSuGY4/s1600-h/salmo.jpg">
Salmonella
Salmonella es un género de bacteria que pertenece a la familia Enterobacteriaceae, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
Algunas salmonellas son comunes en la piel de tortugas y de muchos reptiles, lo cual puede ser importante cuando se manipulan a la vez este tipo de mascotas y alimentos.
Proteus
El Síndrome de Proteus es una enfermedad congénita que causa un crecimiento excesivo de la piel y un desarrollo anormal de los huesos, normalmente acompañados de tumores en más de la mitad del cuerpo.
PRUEBA DE EMBARAZO
Es una prueba que mide una hormona llamada gonadotropina coriónica humana (gch) producida durante el embarazó. Esta hormona aparece en la sangre y en la orina de las mujeres embarazadas hasta 10 días después de la concesión.
VDRL
VDRL es un examen de tamizaje para sífilis que mide los anticuerpos llamados reaginas, que pueden ser producidos por el Treponema pallidum, la bacteria causante de dicha enfermedad. Sin embargo, el cuerpo no siempre produce reagina específicamente en respuesta a la bacteria de la sífilis, por lo que el examen no siempre es preciso. El examen es similar al examen más nuevo de respuesta de reagina en plasma (RPR).
Nombres alternativos
VDRL (prueba de los Laboratorios de investigación de las enfermedades venéreas)
Forma en que se realiza el examen
La sangre se extrae de una vena, por lo general de la parte interior del codo o del dorso de la mano. El sitio de punción se limpia con un antiséptico y luego se coloca una banda elástica alrededor de la parte anterior del brazo con el fin de ejercer presión y hacer que las venas bajo la banda se llenen de sangre
PRUEBAS SEROLOGICAS
Es un examen del líquido seroso de la sangre (suero, el líquido transparente que se separa cuando la sangre se coagula) que se utiliza para detectar la presencia de anticuerpos contra un microorganismo.
En otras palabras, la serología se refiere al estudio del contenido de anticuerpos en el suero. Ciertos microorganismos estimulan al cuerpo para producir estos anticuerpos durante una infección activa. En el laboratorio, los anticuerpos reaccionan con los antígenos de formas específicas, de tal manera que se pueden utilizar para confirmar la identidad del microorganismo en particular.
La glugea es un parásito intestinal muy contagioso y frecuentemente mortal Veremos a los peces afectados por el, con un notable enflaquecimiento y sus heces serán de color blanquecino.
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Salmonella
Salmonella es un género de bacteria que pertenece a la familia Enterobacteriaceae, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
Algunas salmonellas son comunes en la piel de tortugas y de muchos reptiles, lo cual puede ser importante cuando se manipulan a la vez este tipo de mascotas y alimentos.
Proteus
El Síndrome de Proteus es una enfermedad congénita que causa un crecimiento excesivo de la piel y un desarrollo anormal de los huesos, normalmente acompañados de tumores en más de la mitad del cuerpo.
PRUEBA DE EMBARAZO
Es una prueba que mide una hormona llamada gonadotropina coriónica humana (gch) producida durante el embarazó. Esta hormona aparece en la sangre y en la orina de las mujeres embarazadas hasta 10 días después de la concesión.
VDRL
VDRL es un examen de tamizaje para sífilis que mide los anticuerpos llamados reaginas, que pueden ser producidos por el Treponema pallidum, la bacteria causante de dicha enfermedad. Sin embargo, el cuerpo no siempre produce reagina específicamente en respuesta a la bacteria de la sífilis, por lo que el examen no siempre es preciso. El examen es similar al examen más nuevo de respuesta de reagina en plasma (RPR).
Nombres alternativos
VDRL (prueba de los Laboratorios de investigación de las enfermedades venéreas)
Forma en que se realiza el examen
La sangre se extrae de una vena, por lo general de la parte interior del codo o del dorso de la mano. El sitio de punción se limpia con un antiséptico y luego se coloca una banda elástica alrededor de la parte anterior del brazo con el fin de ejercer presión y hacer que las venas bajo la banda se llenen de sangre
PRUEBAS SEROLOGICAS
Es un examen del líquido seroso de la sangre (suero, el líquido transparente que se separa cuando la sangre se coagula) que se utiliza para detectar la presencia de anticuerpos contra un microorganismo.
En otras palabras, la serología se refiere al estudio del contenido de anticuerpos en el suero. Ciertos microorganismos estimulan al cuerpo para producir estos anticuerpos durante una infección activa. En el laboratorio, los anticuerpos reaccionan con los antígenos de formas específicas, de tal manera que se pueden utilizar para confirmar la identidad del microorganismo en particular.
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